-
1Academic Journal
المؤلفون: V. Pavlov N., A. Kazikhinurov A., R. Kazikhinurov A., M. Agaverdiev A., I. Gareev F., O. Beylerli A., B. Mazorov Z., В. Павлов Н., А. Казихинуров А., Р. Казихинуров А., М. Агавердиев А., И. Гареев Ф., О. Бейлерли А., Б. Мазоров З.
المساهمون: Данная работа не финансировалась.
المصدر: Creative surgery and oncology; Том 11, № 1 (2021); 92-99 ; Креативная хирургия и онкология; Том 11, № 1 (2021); 92-99 ; 2076-3093 ; 2307-0501
مصطلحات موضوعية: stromal vascular fraction, cell therapy, stem cells, adipose tissue, cell composition, стромально-васкулярная фракция, клеточная терапия, стволовые клетки, жировая ткань, клеточный состав
وصف الملف: application/pdf
Relation: https://www.surgonco.ru/jour/article/view/576/443; Andia I., Maffulli N., Burgos-Alonso N.Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opin Biol Ther. 2019;19(12):1289–305. DOI:10.1080/14712598.2019.1671970; Ramakrishnan V.M., Boyd N.L.The adipose stromal vascular fraction as a complex cellular source for tissue engineering applications. Tissue Eng Part B Rev. 2018;24(4):289–99. DOI:10.1089/ten.TEB.2017.0061; Yao Y., Dong Z., Liao Y., Zhang P., Ma J., Gao J., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: a novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 2017;139(4):867–79. DOI:10.1097/PRS.0000000000003214; Rasmussen B.S., Sørensen C.L., Kurbegovic S., Ørholt M., Talman M.M., Herly M., et al. Cell-enriched fat grafting improves graft retention in a porcine model: a dose-response study of adipose-derived stem cells versus stromal vascular fraction. Plast Reconstr Surg. 2019;144(3):397e–408e. DOI:10.1097/PRS.0000000000005920; Nürnberger S., Lindner C., Maier J., Strohmeier K., Wurzer C., Slezak P., et al. Adipose-tissue-derived therapeutic cells in their natural environment as an autologous cell therapy strategy: the microtissuestromal vascular fraction. Eur Cell Mater. 2019;37:113–33. DOI:10.22203/eCM.v037a08; Fritsche E., Volk H.D., Reinke P., Abou-El-Enein M. Toward an optimized process for clinical manufacturing of CAR-Tregcell therapy. Trends Biotechnol. 2020;38(10):1099–112. DOI:10.1016/j.tibtech.2019.12.009; Aghayan H.R., Payab M., Mohamadi-Jahani F., Aghayan S.S., Larijani B., Arjmand B. GMP-compliant production of human placentaderived mesenchymal stem cells. Methods Mol Biol. 2021;2286:213–25. DOI:10.1007/7651_2020_282; Semon J.A., Zhang X., Pandey A.C., Alandete S.M., Maness C., Zhang S., et al. Administration of murine stromal vascular fraction ameliorates chronic experimental autoimmune encephalomyelitis. Stem Cells Transl Med. 2013;2(10):789–96. DOI:10.5966/sctm.2013-0032; Jurgens W.J., Kroeze R.J., Zandieh-Doulabi B., van Dijk A., Renders G.A., Smit T.H., et al. One-step surgical procedure for the treatment of osteochondral defects with adipose-derived stem cells in a caprine knee defect: a pilot study. Biores Open Access. 2013;2(4):315–25. DOI:10.1089/biores.2013.0024; Wu L., Prins H.J., Leijten J., Helder M.N., Evseenko D., Moroni L., et al. Chondrocytes cocultured with stromal vascular fraction of adipose tissue present more intense chondrogenic characteristics than with adipose stem cells. Tissue Eng Part A. 2016;22(3–4):336–48. DOI:10.1089/ten.TEA.2015.0269; Brown J.C., Shang H., Li Y., Yang N., Patel N., Katz A.J. Isolation of adipose-derived stromal vascular fraction cells using a novel point-of-care device: cell characterization and review of the literature. Tissue Eng Part C Methods. 2017;23(3):125–35. DOI:10.1089/ten.TEC.2016.0377; van Dongen J.A., Harmsen M.C., Stevens H.P. Isolation of stromal vascular fraction by fractionation of adipose tissue. Methods Mol Biol. 2019;1993:91–103. DOI:10.1007/978-1-4939-9473-1_8; Gentile P., Calabrese C., De Angelis B., Pizzicannella J., Kothari A., Garcovich S. Impact of the different preparation methods to obtain human adipose-derived stromal vascular fraction cells (AD-SVFs) and human adipose-derived mesenchymal stem cells (AD-MSCs): enzymatic digestion versus mechanical centrifugation. Int J Mol Sci. 2019;20(21):5471. DOI:10.3390/ijms20215471; Lee S.J., Lee C.R., Kim K.J., Ryu Y.H., Kim E., Han Y.N., et al. Optimal condition of isolation from an adipose tissue-derived stromal vascular fraction for the development of automated systems. Tissue Eng Regen Med. 2020;17(2):203–8. DOI:10.1007/s13770-019-00238-3; Aronowitz J.A., Lockhart R.A., Hakakian C.S. A method for isolation of stromal vascular fraction cells in a clinically relevant time frame.Methods Mol Biol. 2018;1773:11–9. DOI:10.1007/978-1-4939-7799-4_2; Haack-Sørensen M., Follin B., Juhl M., Brorsen S.K., Søndergaard R.H., Kastrup J., et al. Culture expansion of adipose derived stromal cells. A closed automated Quantum Cell Expansion System compared with manual flask-based culture. J Transl Med. 2016;14(1):319. DOI:10.1186/s12967-016-1080-9; Ghiasloo M., Lobato R.C., Díaz J.M., Singh K., Verpaele A., Tonnard P. Expanding clinical indications of mechanically isolated stromal vascular fraction: a systematic review. Aesthet Surg J. 2020;40(9):NP546–60. DOI:10.1093/asj/sjaa111; Karina K., Rosliana I., Rosadi I., Schwartz R., Sobariah S., Afini I., et al. Safety of technique and procedure of stromal vascular fraction therapy: from liposuction to cell administration. Scientifica (Cairo). 2020;2020:2863624. DOI:10.1155/2020/2863624; Basso S., Compagno F., Zelini P., Giorgiani G., Boghen S., Bergami E., et al. Harnessing T Cells to control infections after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. Front Immunol. 2020;11:567531. DOI:10.3389/fimmu.2020.567531; Wada A., Nishio N., Yokoi S., Tsuzuki H., Mukoyama N., Maruo T., et al. Safety and feasibility of fat injection therapy with adiposederived stem cells in a rabbit hypoglossal nerve paralysis model: A pilot study. Auris Nasus Larynx. 2021;48(2):274–80. DOI:10.1016/j.anl.2020.08.003; Yoshitani J., Kabata T., Arakawa H., Kato Y., Nojima T., Hayashi K., et al. Combinational therapy with antibiotics and antibiotic-loaded adipose-derived stem cells reduce abscess formation in implant-related infection in rats. Sci Rep. 2020;10(1):11182. DOI:10.1038/s41598-020-68184-y; Schneier M., Razdan S., Miller A.M., Briceno M.E., Barua S. Current technologies to endotoxin detection and removal for biopharmaceutical purification.Biotechnol Bioeng. 2020;117(8):2588–609. DOI:10.1002/bit.27362; Monteiro H.F., Faciola A.P. Ruminal acidosis, bacterial changes, and lipopolysaccharides. J Anim Sci. 2020;98(8):skaa248. DOI:10.1093/jas/skaa248; Liebers V., Brüning T., Raulf M. Occupational endotoxin exposure and health effects. Arch Toxicol. 2020;94(11):3629–44. DOI:10.1007/s00204-020-02905-0; Bacterial Endotoxins Test. Chapter 85, United States Pharmacopeia. [cited 2016 Nov 4]. Available from: http://www.usp.org/sites/default/files/usp_pdf/EN/USPNF/2011-02-2585BACTERIALENDOTOXINS.pdf; Neun B.W., Dobrovolskaia M.A. Detection of endotoxin in nanoformulations using Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) assays. J Vis Exp. 2019;(143). DOI:10.3791/58830; Chan L.L., McCulley K.J., Kessel S.L. Assessment of cell viability with single-, dual-, and multi-staining methods using image cytometry.Methods Mol Biol. 2017;1601:27–41. DOI:10.1007/978-1-4939-6960-9_3; Mushahary D., Spittler A., Kasper C., Weber V., Charwat V. Isolation, cultivation, and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A. 2018;93(1):19–31. DOI:10.1002/cyto.a.23242; Borrelli M.R., Patel R.A., Blackshear C., Vistnes S., Diaz Deleon N.M., Adem S., et al. CD34+CD146+ adipose-derived stromal cells enhance engraftment of transplanted fat.Stem Cells Transl Med. 2020;9(11):1389–400. DOI:10.1002/sctm.19-0195; Oshita T., Tobita M., Tajima S., Mizuno H. Adipose-derived stem cells improve collagenase-induced tendinopathy in a rat model. Am J Sports Med. 2016;44(8):1983–9. DOI:10.1177/0363546516640750; Giromini C., Fekete Á.A., Givens D.I., Baldi A., Lovegrove J.A. Shortcommunication: a comparison of the in vitro angiotensin-1-converting enzyme inhibitory capacity of dairy and plant protein supplements. Nutrients. 2017;9(12):1352. DOI:10.3390/nu9121352; Hicok K.C., Hedrick M.H. Automated isolation and processing of adipose-derived stem and regenerative cells. Methods Mol Biol. 2011;702:87–105. DOI:10.1007/978-1-61737-960-4_8; Cowper M., Frazier T., Wu X., Curley L., Ma M.H., Mohiuddin O.A., et al. Human platelet lysate as a functional substitute for fetal bovine serum in the culture of human adipose derived stromal/stem cells.Cells. 2019;8(7):724. DOI:10.3390/cells8070724; Khan M.A., Zubair H., Anand S., Srivastava S.K., Singh S., Singh A.P. Dysregulation of metabolic enzymes in tumor and stromal cells: Role in oncogenesis and therapeutic opportunities. Cancer Lett. 2020;473:176–85. DOI:10.1016/j.canlet.2020.01.003; Si Z., Wang X., Sun C., Kang Y., Xu J., Wang X., et al. Adiposederived stem cells: sources, potency, and implications for regenerative therapies.Biomed Pharmacother. 2019;114:108765. DOI:10.1016/j.biopha.2019.108765; Gimble J.M., Guilak F., Bunnell B.A. Clinical and preclinical translation of cell-based therapies using adipose tissue-derived cells. Stem Cell Res Ther. 2010;1(2):19. DOI:10.1186/scrt19; Zakaria N., Yahaya B.H. Adipose-derived mesenchymal stem cells promote growth and migration of lung adenocarcinoma cancer cells. Adv Exp Med Biol. 2020;1292:83–95. DOI:10.1007/5584_2019_464; Chan Y.W., So C., Yau K.L., Chiu K.C., Wang X., Chan F.L., et al. Adipose-derived stem cells and cancer cells fuse to generate cancer stem cell-like cells with increased tumorigenicity. J Cell Physiol. 2020;235(10):6794–807. DOI:10.1002/jcp.29574; Shammas R.L., Fales A.M., Crawford B.M., Wisdom A.J., Devi G.R., Brown D.A., et al. Human adipose-derived stem cells labeled with plasmonic gold nanostars for cellular tracking and photothermal cancer cell ablation. Plast Reconstr Surg. 2017;139(4):900e–10e. DOI:10.1097/PRS.0000000000003187; Wang X. Stem cells in tissues, organoids, and cancers. Cell Mol Life Sci. 2019;76(20):4043–70. DOI:10.1007/s00018-019-03199-x; Wu Q., Li B., Li Z., Li J., Sun S., Sun S. Cancer-associated adipocytes: key players in breast cancer progression. J Hematol Oncol. 2019;12(1):95. DOI:10.1186/s13045-019-0778-6; Rybinska I., Agresti R., Trapani A., Tagliabue E., Triulzi T. Adipocytes in breast cancer, the thick and the thin. Cells. 2020;9(3):560. DOI:10.3390/cells9030560; Lee J.S., Eo P., Kim M.C., Kim J.B., Jin H.K., Bae J.S., et al. Effects of stromal vascular fraction on breast cancer growth and fat engraftment in NOD/SCID mice. Aesthetic Plast Surg. 2019;43(2):498–513. DOI:10.1007/s00266-018-01304-2; Mazur S., Zołocińska A., Siennicka K., Janik-Kosacka K., Chrapusta A., Pojda Z. Safety of adipose-derived cell (stromal vascular fraction — SVF) augmentation for surgical breast reconstruction in cancer patients. Adv Clin Exp Med. 2018;27(8):1085–90. DOI:10.17219/acem/70798; Zhao R., Kaakati R., Liu X., Xu L., Lee A.K., Bachelder R., et al. CRISPR/Cas9-mediated BRCA1 knockdown adipose stem cells promote breast cancer progression.Plast Reconstr Surg. 2019;143(3):747–56. DOI:10.1097/PRS.0000000000005316; Goto H., Shimono Y., Funakoshi Y., Imamura Y., Toyoda M., Kiyota N., et al. Adipose-derived stem cells enhance human breast cancer growth and cancer stem cell-like properties through adipsin.Oncogene. 2019;38(6):767–79. DOI:10.1038/s41388-018-0477-8; https://www.surgonco.ru/jour/article/view/576
-
2Academic Journal
المؤلفون: V. Pavlov N., A. Zagitov R., A. Kazikhinuro A., V. Galimzyanov Z., R. Ishemgulov R., A. Mustafin T., L. Kutliyarov M., В. Павлов Н., А. Загитов Р., А. Казихинуров А., В. Галимзянов З., Р. Ишемгулов Р., А. Мустафин Т., Л. Кутлияров М.
المصدر: Cancer Urology; Том 5, № 1 (2009); 53-55 ; Онкоурология; Том 5, № 1 (2009); 53-55 ; 1996-1812 ; 1726-9776 ; 10.17650/1726-9776-2009-5-1
وصف الملف: application/pdf
Relation: https://oncourology.abvpress.ru/oncur/article/view/204/218; Аксель Е.М. Заболеваемость злока-чественными новообразованиями моче-вых и мужских половых органов в Рос-сии в 2003 г. Онкоурология 2005;(1):6—9.; Jonson J.E. Naturlicher kraukheits-ver-laut bein undernandelten fruhenProstatakarzinom — die ovebrostudie.Praxis 2001;90:1507—14.; Пушкарь Д.Ю. Простатспецифический антиген и биопсия предстательной железы. М.: Медпресс-информ, 2003.; Коган М.И., Лоран О.Б., ПетровС.Б. Радикальная хирургия рака предстательной железы. М.: Гэотар-Медиа,2006.; Пушкарь Д.Ю. Радикальная проста-тэктомия. М.: Медпресс-информ, 2004.; Аляев Ю.Г., Григорян В.А., ГаджиеваЗ.К. Расстройства мочеиспускания. М.:Литтерра, 2006.; Вишневский Е.Л., Пушкарь Д.Ю.,Лоран О.Б. Урофлоуметрия. М.: Печат-ный город, 2004.; Colantuoni A., Bertuglia S., Intaglietta M.Microvascular vasomation: origin of laserdoppler flux motion. Int J Microcir ClinExp 1994;14:151—8.; Козлов В.И., Сидоров В.В. Лазерный анализатор капиллярного кровотока ЛАКК-01. Применение ла-зерной допплеровской флоуметриив медицинской практике. Второй Все-российский симпозиум. М., 1998. с. 5—8.; Ханно Ф.М., Малковича С.Б., Вейна А.Дж. Руководство по клиническойурологии. Пер. англ. 3-е изд.- М.: МИА,2006.11. Грушина Т.И. Реабилитация в онкологии: физиотерапия. М.: Гэотар-Ме-диа, 2006.; https://oncourology.abvpress.ru/oncur/article/view/204
-
3Academic Journal
المؤلفون: V. Pavlov N., А. Zagitov А., А. Izmaylov А., А. Каzichinurov А., V. Galimzyanov Z., R. Safiullin I., В. Павлов Н., А. Загитов А., А. Измайлов А., А. Казихинуров А., В. Галимзянов З., Р. Сафиуллин И.
المصدر: Bulletin of Siberian Medicine; Том 11, № 2 (2012); 153-156 ; Бюллетень сибирской медицины; Том 11, № 2 (2012); 153-156 ; 1819-3684 ; 1682-0363 ; 10.20538/1682-0363-2012-11-2
مصطلحات موضوعية: ileocystoplasty of bladder, urinary incontinence, rehabilitation, кишечная пластика мочевого пузыря, недержание мочи, реабилитация
وصف الملف: application/pdf
Relation: https://bulletin.tomsk.ru/jour/article/view/467/456; Аляев Ю.Г., Григорян В.А., Гаджиева З.К. Расстройства мочеиспускания. М.: Литтерра, 2006. 208 с.; Вишневский Е.Л., Пушкарь Д.Ю., Лоран О.Б. Урофлоуметрия. М.: Печатный город, 2004. 220 с.; Грушина Т.И. Реабилитация в онкологии: физиотерапия. М.: Гэотар-Медиа, 2006. 240 с.; Глыбочко П.В., Блюмберг Б.И., Галкина Н.Г. и др. Влияние метода деривации мочи на отдаленные результаты и качество жизни у больных раком мочевого пузыря после радикальной цистэктомии // Мед. вестн. Башкортостана. 2011. № 2. С. 195—200.; Даренков С.П. Качество жизни больных инвазивным раком мочевого пузыря после радикальной цистэктомии // Онкоурология. 2006. № 3. С. 25—29.; Лопаткин Н.А., Даренков С.П., Чернышев И.В. и др.; Диагностика в лечении рака мочевого пузыря // Урология. 2004. № 1. С. 12—17.; Матвеев Б.П. Рак мочевого пузыря. М.: Вердана, 2003. 406 с.; Сравнительная оценка осложнений и качества жизни пациентов при использовании различных способов деривации мочи // Тез. науч.-практ. конф. «Диагностика и комбинированное лечение больных раком мочевого пузыря». М., 2002. С. 14—16.; Ханно Ф.М., Малковича С.Б. Руководство по клинической урологии. М.: ООО «Медицинское информационное агентство», 2006. 544 с.; Шаплыгин Л.В. Кишечная пластика при раке мочевого пузыря // Онкоурология. 2006. № 4. С. 18—22.; Charbit L., Beurton D., Cukier J. Mortalite et morbidite après cystectomie totale pour cancer // J. Urol. 1984. V. 90, № 4. P. 39—45.; Hautmann R.E. Urinary diversion: ileal conduit to neobladder // J. Urol. 2003. V. 169, № 3. P. 834—842.; Lammle M., Beer A., Settles M. et al. Reliability of MR; Imaging-Based Virtual Cystoscopy in the Diagnosis of Cancer of the Urinary Bladder // AJR. 2002. V. 178. P. 1483—1488.; Studer U.E., Zinng E.J. Ileal orthotopic bladder substitutes. What we have learned from 12 years experience with 200 patients // Urol. Clin. North. Am. 1997. V. 24. P. 781—788.; https://bulletin.tomsk.ru/jour/article/view/467