المؤلفون: S. S. Benevolenskaya, I. V. Kudriavtsev, M. K. Serebriakova, I. N. Grigor’yeva, E. S. Kuvardin, A. I. Budkova, S. V. Koniakhin, D. B. Zammoeva, D. B. Motorin, A. Yu. Zaritskey, I. Z. Gaydukova, E. K. Gaydukova, S. V. Lapin, A. L. Maslyanskiy, С. С. Беневоленская, И. В. Кудрявцев, М. К. Серебрякова, И. Н. Григорьева, Е. С. Кувардин, А. И. Будкова, С. В. Коняхин, Д. Б. Заммоева, Д. Б. Моторин, А. Ю. Зарицкий, И. З. Гайдукова, Е. К. Гайдукова, С. В. Лапин, А. Л. Маслянский

المساهمون: Исследование выполнено при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение № 075-15-2022-301 от 20.04.2022)

المصدر: Rheumatology Science and Practice; Vol 62, No 5 (2024); 501-512 ; Научно-практическая ревматология; Vol 62, No 5 (2024); 501-512 ; 1995-4492 ; 1995-4484

مصطلحات موضوعية: проточная цитометрия, B cells, systemic lupus erythematosus, primary Sjogren’s syndrome, flow cytometry, В-лимфоциты, системная красная волчанка, болезнь Шегрена

وصف الملف: application/pdf

Relation: https://rsp.mediar-press.net/rsp/article/view/3636/2404; Насонов ЕЛ (ред.). Ревматология. Российские клинические рекомендации. М.:ГЭОТАР-Медиа;2017.; Pasoto SG, Adriano de Oliveira Martins V, Bonfa E. Sjögren’s syndrome and systemic lupus erythematosus: Links and risks. Open Access Rheumatol. 2019;11:33-45. doi:10.2147/OARRR.S167783; Ambrus JL, Suresh L, Peck A. Multiple roles for B-lymphocytes in Sjogren’s syndrome. J Clin Med. 2016;5(10):87. doi:10.3390/jcm5100087; Groom J, Kalled SL, Cutler AH, Olson C, Woodcock SA, Schneider P, et al. Association of BAFF/BLyS overexpression and altered B cell differentiation with Sjögren’s syndrome. J Clin Invest. 2002;109(1):59-68. doi:10.1172/JCI14121; Nocturne G, Seror R, Fogel O, Belkhir R, Boudaoud S, Saraux A, et al. CXCL13 and CCL11 serum levels and lymphoma and disease activity in primary Sjögren’s syndrome. Arthritis Rheumatol. 2015;67(12):3226-3233. doi:10.1002/art.39315; Carvajal Alegria G, Gazeau P, Hillion S, Daïen CI, Cornec DYK. Could lymphocyte profiling be useful to diagnose systemic autoimmune diseases? Clin Rev Allergy Immunol. 2017;53(2):219-236. doi:10.1007/s12016-017-8608-5; Aringer M, Costenbader K, Daikh D, Brinks R, Mosca M, Ramsey-Goldman R, Smolen JS, et al. 2019 European League Against Rheumatism/American College of Rheumatology classification criteria for systemic lupus erythematosus. Arthritis Rheumatol. 2019;71(9):1400-1412. doi:10.1002/art.40930; Shiboski CH, Shiboski SC, Seror R, Criswell LA, Labetoulle M, Lietman TM, et al.; International Sjögren’s Syndrome Criteria Working Group. 2016 American College of Rheumatology/European League Against Rheumatism classification criteria for primary Sjögren’s syndrome: A consensus and data-driven methodology involving three international patient cohorts. Arthritis Rheumatol. 2017;69(1):35-45. doi:10.1002/art.39859; Petri M, Kim MY, Kalunian KC, Grossman J, Hahn BH, Sammaritano LR, et al.; OC-SELENA Trial. Combined oral contraceptives in women with systemic lupus erythematosus. N Engl J Med. 2005;353(24):2550-2558. doi:10.1056/NEJMoa051135; Seror R, Bowman SJ, Brito-Zeron P, Theander E, Bootsma H, Tzioufas A, et al. EULAR Sjögren’s syndrome disease activity index (ESSDAI): A user guide. RMD Open. 2015;1(1):e000022. doi:10.1136/rmdopen-2014-000022; Seror R, Ravaud P, Mariette X, Bootsma H, Theander E, Hansen A, et al.; EULAR Sjögren’s Task Force. EULAR Sjogren’s syndrome patient reported index (ESSPRI): Development of a consensus patient index for primary Sjogren’s syndrome. Ann Rheum Dis. 2011;70(6):968-972. doi:10.1136/ard.2010.143743; Зурочка АВ, Хайдуков СВ, Кудрявцев ИВ, Чернышев ВА. Проточная цитометрия в биомедицинских исследованиях. Екатеринбург:УрО РАН;2018.; Будкова АИ, Лапин СВ, Серебрякова МК, Кудрявцев ИВ, Тришина ИН, Маслянский АЛ, и др. Субпопуляционный состав В-клеток периферической крови у больных системной красной волчанкой. Медицинская иммунология. 2017;19(2):175-184.; Меснянкина АА, Соловьев СК, Александрова ЕН, Алексанкин АП, Супоницкая ЕВ, Елонаков АВ, и др. Динамика субпопуляции В-лимфоцитов у больных системной красной волчанкой на фоне терапии генно-инженерными биологическими препаратами. Научно-практическая ревматология. 2017;55(3):252-260.; Cornec D, Saraux A, Pers JO, Jousse-Joulin S, Marhadour T, Roguedas-Contios AM, et al. Diagnostic accuracy of blood B-cell subset profiling and autoimmunity markers in Sjögren’s syndrome. Arthritis Res Ther. 2014;16(1):R15. doi:10.1186/ar4442; Barcelos F, Martins C, Papoila A, Geraldes C, Cardigos J, Nunes G, et al. Association between memory B-cells and clinical and immunological features of primary Sjögren’s syndrome and Sicca patients. Rheumatol Int. 2018;38(6):1063-1073. doi:10.1007/s00296-018-4018-0; Ishioka-Takei E, Yoshimoto K, Suzuki K, Nishikawa A, Yasuoka H, Yamaoka K, et al. Increased proportion of a CD38highIgD+ B cell subset in peripheral blood is associated with clinical and immunological features in patients with primary Sjögren’s syndrome. Clin Immunol. 2018;187:85-91. doi:10.1016/j.clim.2017.10.008; Roberts ME, Kaminski D, Jenks SA, Maguire C, Ching K, Burbelo PD, et al. Primary Sjögren’s syndrome is characterized by distinct phenotypic and transcriptional profiles of IgD+ unswitched memory B cells. Arthritis Rheumatol. 2014;66(9):2558-2569. doi:10.1002/art.38734; Odendahl M, Jacobi A, Hansen A, Feist E, Hiepe F, Burmester GR, et al. Disturbed peripheral B lymphocyte homeostasis in systemic lupus erythematosus. J Immunol. 2000;165(10):5970-5979. doi:10.4049/jimmunol.165.10.5970; Hansen A, Odendahl M, Reiter K, Jacobi AM, Feist E, Scholze J, et al. Diminished peripheral blood memory B cells and accumulation of memory B cells in the salivary glands of patients with Sjögren’s syndrome. Arthritis Rheum. 2002;46(8):2160-2171. doi:10.1002/art.10445; Aqrawi LA, Brokstad KA, Jakobsen K, Jonsson R, Skarstein K. Low number of memory B cells in the salivary glands of patients with primary Sjögren’s syndrome. Autoimmunity. 2012;45(7):547-555. doi:10.3109/08916934.2012.712170; Mingueneau M, Boudaoud S, Haskett S, Reynolds TL, Nocturne G, Norton E, et al. Cytometry by time-of-flight immunophenotyping identifies a blood Sjögren’s signature correlating with disease activity and glandular inflammation. J Allergy Clin Immunol. 2016;137(6):1809-1821.e12. doi:10.1016/j.jaci.2016.01.024; Wardowska A, Komorniczak M, Skoniecka A, Bułło-Piontecka B, Lisowska KA, Dębska-Ślizień MA, et al. Alterations in peripheral blood B cells in systemic lupus erythematosus patients with renal insufficiency. Int Immunopharmacol. 2020;83:106451. doi:10.1016/j.intimp.2020.106451; Супоницкая ЕВ, Алексанкин АП, Меснянкина АА, Александрова ЕН, Панафидина ТА, Соловьев СК. Характеристика субпопуляций В-лимфоцитов периферической крови у больных активной системной красной волчанкой. Клиническая лабораторная диагностика. 2017;62(7):418-422.; Enocsson H, Karlsson J, Li HY, Wu Y, Kushner I, Wetterö J, et al. The complex role of C-reactive protein in systemic lupus erythematosus. J Clin Med. 2021;10(24):5837. doi:10.3390/jcm10245837

الاتاحة: https://rsp.mediar-press.net/rsp/article/view/3636
https://doi.org/10.47360/1995-4484-2024-501-512

المؤلفون: A. I. Budkova, S. V. Lapin, M. K. Serebriakova, I. V. Kudryavtsev, I. N. Trishina, A. L. Maslyansky, A. A. Totolian, А. И. Будкова, С. В. Лапин, М. К. Серебрякова, И. В. Кудрявцев, И. Н. Тришина, А. Л. Маслянский, А. А. Тотолян

المصدر: Medical Immunology (Russia); Том 19, № 2 (2017); 175-184 ; Медицинская иммунология; Том 19, № 2 (2017); 175-184 ; 2313-741X ; 1563-0625 ; 10.15789/1563-0625-2017-2

مصطلحات موضوعية: субпопуляции В-лимфоцитов, flow cytometry, B-lymphocyte subpopulations, проточная цитометрия

وصف الملف: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1220/912; Байдун Л.А., Зурочка А.В., Тотолян Арег А., Хайдуков С.В. Стандартизованная технология «Исследование субпопуляционного состава лимфоцитов периферической крови с применением Проточных цитофлюориметров-анализаторов» (проект)// Медицинская иммунология, 2012. Т. 14, № 3. С.255-268. [Baydun L.A., Zurochka A.V., Totolian Areg A., Khaydukov S.V. Standardized technology “Peripheral blood Lymphocyte subpopulations by using of flow cytometry-analizators” (proect). Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2012, Vol. 14, no. 3, pp. 255-268. [In Russ.] http://dx.doi. org/10.15789/1563-0625-2012-3-255-268; Кудрявцев И.В., Субботовская А.И. Опыт измерения параметров иммунного статуса с использованием шестицветного цитофлуоримерического анализа // Медицинская иммунология, 2015. T. 17, № 1. С. 19-26. [Kudryavtsev I.V., Subbotovskaya A.I. Application of six-color flow cytometric analysis for immune profile monitoring. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2015, Vol. 17, no. 1, pp.19-26. [In Russ.] http://dx.doi.org/10.15789/1563-0625- 2015-1-19-26; Лазарева Н.М., Лапин С.В., Мазинг А.В., Булгакова Т.В., Иливанова Е.П., Маслянский А.Л., Тотолян А.А. Оптимизация комплекса серологических методов диагностики системных заболеваний соединительной ткани // Клиническая лабораторная диагностика, 2011. № 12. С. 12-17. [Lazareva N.M., Lapin S.V., Mazing A.V., Bulgakova T.V., Ilivanova E.P., Maslyansky A.L., Totolian A.A. Optimization of serological diagnostic methods of connective tissue diseases. Klinicheskaya laboratornaya diagnostika = Clinical Laboratory Diagnostics, 2011, no. 12, pp. 12-17. [In Russ.]; Маслянский А.Л., Пенин И.Н., Чешуина М.Д., Тришина И.Н., Новикова А.Н., Колесова Е.П., Лазарева Н.М., Мазинг А.В., Лапин С.В., Малышкин К.А., Сысоев К.А., Мазуров В.И., Конради А.О., Назаров П.Г. Общие закономерности продукции цитокинов и хемокинов у больных диффузными заболеваниями соединительной ткани, воспалительными артропатиями и атеросклерозом // Цитокины и воспаление, 2014. Т. 13, № 3. С. 9-21. [Maslyanskiy A.L., Penin I.N., Cheshuina M.D., Trichina I.N., Novikova A.N.,Kolesova E.P., Lazareva N.M., Mazing A.V., Lapin S.V., Malishkin K.A., Sysoev К.А., Mazurov V.I., Konradi А.О., Nazarov P.G. Common consistent patterns of the cytokine and chemokine production in patients with diffuse connective tissue diseases, inflammatory arthropathies and atherosclerosis. Tsitokiny i vospalenie = Cytokines and Inflammation, 2014, Vol. 13, no. 3, pp. 9-21. [In Russ.]; Насонов E. Л.,Соловьев С. К. Перспективы применения моноклональных антител к В-лимфоцитам (ритуксимаб) при воспалительных ревматических заболеваниях // Научно-практическая ревматология, 2007. № 1. С. 4-8. [Nasonov E.L., Solovyev S.K. Perspectives of monoclonal anti-B lymphocyte antibodies (rituximab) administration in inflammatory rheumatic diseases. Nauchno-prakticheskaya revmatologiya = Rheumatology Science and Practice, 2007, no. 1, pp. 4-8. [In Russ.]; Созина А.В., Неустроева Ю.А., Тихомирова Т.А., Лапин С.В. Сочетанная встречаемость аутоантител у больных с диффузными болезнями соединительной ткани // Медицинская иммунология, 2007. Т. 9, № 1. С. 61- 68. [Sozina A.V., Neustroeva U.A., Tihomirova T.A., Lapin S.V. Coincidence of autoantibodies among patients with diffuse connective tissue disorders. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2007, Vol. 9, no. 1, pp. 61-68. [In Russ.] http://dx.doi.org/10.15789/1563-0625-2007-1-61-68; Ярилин А.А. Иммунология. М.: ГЭОТАР-Медиа, 2010. C. 354-479. [Yarilin AA. Immunology]. Moscow: GEOTARMedia, 2010, pp. 354-479.; Arce E., Jackson D.G., Gill M.A, Bennett L.B., Banchereau J., Pascual V. Increased frequency of pre-germinal center B cells and plasma cell precursors in the blood of children with systemic lupus erythematosus. The Journal of Immunology, 2001, Vol. 8, p. 167.; Binard A., Le Pottier L., Devauchelle V., Saraux A., Youinou P., Pers J.O. Is the blood B-cell subset profile diagnostic for SjÖgren syndrome? Annals of the Rheumatic Diseases, 2009, Vol. 68, p. 447.; Bohnhorst J.Q., Bjørgan M.B., Thoen J.E, Natvig J.B., Thompson K.M. Bm1-Bm5 classification of peripheral blood B cells reveals circulating germinal center founder cells in healthy individuals and disturbance in the B cell subpopulations in patients with primary Sjögren’s syndrome. The Journal of Immunology, 2001, Vol. 10, p. 167.; Cancro M.P., Hao Y., Scholz J.L., Riley R.L., Frasca D., Dunn-Walters D.K., Blomberg B.B. B cells and aging: molecules and mechanisms. Trends Immunol., 2009, Vol. 30, no. 7, pp. 313-318.; Dörner T., Jacobi A.M., Lipsky P.E. B cells in autoimmunity. Arthritis Research & Therapy, 2009, Vol. 11, no. 5, p. 247.; Duchamp M. B-cell subpopulations in children: national reference values. Immunity, Inflammation and Disease, 2014, Vol. 11, pp. 131-140.; Fassbinder T., Saunders U., Mickholz E., Jung E., Becker H., Schlüter B., Jacobi A.M. Differential effects of cyclophosphamide and mycophenolate mofetil on cellular and serological parameters in patients with systemic lupus erythematosus. Arthritis Research & Therapy, 2015, Vol. 17, no. 1, p. 92.; Glaesener S., Quách T.D., Onken N., Weller-Heinemann F., Dressler F., Huppertz H.I., Thon A., Meyer-Bahlburg A. Distinct effects of methotrexate and etanercept on the b cell compartment in patients with juvenile idiopathic arthritis. Arthritis & Rheumatology, 2014, Vol. 66, no. 9, pp. 2590-2600.; Hampe C.S. B cells in autoimmune diseases. Scientifica, 2012, Vol. 9, pp. 1-18.; Iwata S., Saito K., Tokunaga M., Yamaoka K., Nawata M., Yukawa S., Hanami K., Fukuyo S., Miyagawa I., Kubo S., Tanaka Y. Phenotypic changes of lymphocytes in patients with systemic lupus erythematosus who are in longterm remission after B cell depletion therapy with rituximab. The Journal of Rheumatology, 2011, Vol. 38, no. 4, pp. 633-641.; Jacobi A.M., Odendahl M., Reiter K., Bruns A., Burmester G.R., Radbruch A., Valet G,. Lipsky P.E., Dorner T. Correlation between circulating cd27high plasma cells and disease activity in patients with systemic lupus erythematosus. Arthritis & Rheumatism, 2003, Vol. 48, no. 5, pp. 1332-1342.; Jacobi A.M., Weiqing W.H., Tao, Freimuth W., Inaki S., Furie R., Mackay M., Aranow C., Diamond B., Davidson A. The effect of prolonged treatment with belimumab on b cells in human SLE. Arthritis & Rheumatology, 2010, Vol. 62, no. 1, pp. 201- 210.; Leandro M.J. B-cell subpopulations in humans and their differential susceptibility to depletion with anti-CD20 monoclonal antibodies. Arthritis Research & Therapy, 2013, Vol. 15, Suppl 1, S3.; Mahnke Y.D., Roederer M. Optimizing a multicolor immunophenotyping assay. Clinics in Laboratory Medicine, 2007, Vol. 27, pp. 469-485.; Mariele Gatto, Emese Kiss, Yaakov Naparstek, and Andrea Doria. In-/off-label use of biologic therapy in systemic lupus erythematosu. BMC Medicine, 2014, Vol. 12, p. 30.; Odendahl M., Keitzer R, Wahn U., Hiepe F., Radbruch A., Dörner T., Bunikowski R. Perturbations of peripheral b lymphocyte homoeostasis in children with systemic lupus erythematosus. Annals of the Rheumatic Diseases, 2003, Vol. 62, pp. 851-858.; Pers J.O., Youinou P. Are the B cells cast with the leading part in the Sjögren’s syndrome scenario? Oral Diseases, 2014, Vol. 20, no. 6, pp. 529-537.; Petri M., Orbai A.M., Alarcon G.S., Gordon C., Merrill J.T., Fortin P.R., et al. Derivation and validation of the Systemic Lupus International Collaborating Clinics classification criteria for systemic lupus erythematosus. Arthritis & Rheumatology , 2012, Vol. 64, no. 8, pp. 2677-2686.; Prak Luning E.T., Ross J., Sutter J., Sullivan K.E. Age-related trends in pediatric B-cell subsets. Pediatric and Developmental Pathology, 2011, Vol. 14, no. 1, pp. 45-52.; Sanz I., Wei C., Lee F.E., Anolik J. Phenotypic and functional heterogeneity of human memory B cells. Seminars in Immunology, 2008, Vol. 20, no. 1, pp. 67-82.; Vale A.M., Kearney J.F., Nobrega Alberto, Schroeder H.W. Molecular biology of B cells. 3rd ed. 2015, pp. 99-119.; Vences-Catalan F., Santos-Argumedo L. CD38 Through the life of a murine B lymphocyte. IUBMB Life, 2011, Vol. 63, no. 10, pp. 840-846.; Yanaba K., Bouaziz J.D., Matsushita T., Magro C.M., St. Clair E.W, Tedder T.F. B-lymphocyte contributions to human autoimmune disease. Immunological Reviews, 2008, Vol. 223, no. 6, pp.284-299; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1220

الاتاحة: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1220
https://doi.org/10.15789/1563-0625-2017-2-175-184

المؤلفون: A. V. Barkova, V. I. Trofimov, S. V. Lapin, E. A. Surkova, O. Yu. Tkachenko, A. I. Budkova, V. D. Nazarov, А. В. Баркова, В. И. Трофимов, С. В. Лапин, Е. А. Суркова, О. Ю. Ткаченко, А. И. Будкова, В. Д. Назаров

المصدر: The Scientific Notes of the Pavlov University; Том 23, № 3 (2016); 47-51 ; Учёные записки Первого Санкт-Петербургского государственного медицинского университета имени академика И. П. Павлова; Том 23, № 3 (2016); 47-51 ; 2541-8807 ; 1607-4181 ; 10.24884/1607-4181-2016-23-3

وصف الملف: application/pdf

Relation: https://www.sci-notes.ru/jour/article/view/240/pdf_240; https://www.sci-notes.ru/jour/article/downloadSuppFile/240/4; https://www.sci-notes.ru/jour/article/downloadSuppFile/240/5; Волкова Л.И., Капитанова Д.В. и соавт. Клеточный состав индуцированной мокроты и оксид азота в конденсате выдыхаемого воздуха при бронхиальной астме. Сибирский медицинский журнал 2007; 4: 17–21.; Глобальная стратегия профилактики и лечения бронхиальной астмы (пересмотр 2014 г.)/ Пер. с англ. Под ред. А.С. Белевского. – М.: Российское респираторное общество, 2015. – 148с., ил. с.9, с.19.; Елисеева Т.И., Балаболкин И.И. Современные технологии контроля бронхиальной астмы у детей. СТМ, 2015, том 7, номер 2, стр. 168-184.; Елисеева Т.И., Геппе Н.А., Соодаева С.К. Комплексная оценка уровня контроля над бронхиальной астмой у детей на основе определения содержания метаболитов оксида азота в конденсате выдыхаемого воздуха и спирографических параметров. Пульмонология 2013; 6: 51–56.; Зайцева О.В., Лаврентьев А.В., Зайцева С.В., Самсыгина Г.А. Интерлейкин – 1 альфа, фактор некроза опухолей-альфа и интерферон-гамма в сыворотке крови детей, больных бронхиальной астмой. Аллергология 3'2000. стр. 8-12.; Маслянский А.Л., Пенин И.Н., Чешуина М.Д., Тришина И.Н., Новикова А.Н., Колесова Е.П., Лазарева Н.М., Мазинг А.В., Лапин С.В. и соавт. Общие закономерности продукции цитокинов и хемокинов у больных диффузными заболеваниями соединительной ткани, воспалительными артропатиями и атеросклерозом. Цитокины и воспаление. 2014. Т. 13. № 3. С. 9-21.; Соодаева С.К. Свободнорадикальные механизмы повреждения при болезнях органов дыхания. Пульмонология, 2012; 1: 5-10.; Тотолян А.А., Алешина Л.А., Марфичева Н.А., Зуева Е.Е., Лапин С.В. Медицинские стандарты иммунологического обследования больных с аллергическими нарушениями и нарушениями иммунной системы. Медицинская иммунология. 2002. Т. 4. № 2. С. 379.; Тотолян А.А. Иммуноглобулин Е: структура, продукция, биологические эффекты и диагностические исследования. Аллергология 1998;2:4-7.; Федосеев Г.Б., Трофимов В.И. и соавт. Характеристика мокроты для оценки наличия и характера воспаления бронхолегочного аппарата у больных бронхиальной астмой и хронической обструктивной болезнью легких. Российский Аллергологический Жургал №1-2015. Стр. 15-26.; Федосеев Г.Б., Трофимов В.И., Тимчик В.Г. и соавт. Оксид азота в выдыхаемом воздухе у больных бронхиальной астмой и хронической обструктивной болезнью легких в зависимости от особенностей течения заболевания. Рос. Аллерголог. Журнал. 2013, №2, с. 12-19.; Dweik R.A., Boggs P.B., Erzurum S.C. et al. An official ATS clinical guidline: interhretation of exhaled nitric oxide levels (Feno) for clinical applications. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2011;184(5): 602-615.; Esposito S., Tenconi R., Lelii M., Preti V., Nazzari E., Consolo S., Patria M.F. Possible molecular mechanisms linking air pollution and asthma in children. BMC Pulm Med 2014; 14(1): 31.; Grob N.M., Aytekin M., Dweik R. Biomarkers in exhaled breath condensate: a review of collection, processing and analysis. J Breath Res 2008; 2(3): 1–18.; Giulio Kleiner, Annalisa Marcuzzi, Valentina Zanin, Lorenzo Monasta, et al. Cytokine Levels in the Serum of Healthy Subjects. Mediators of Inflammation. Volume 2013 (2013), Article ID 434010, 6 pages.; Koh K.K., Shin M.-S., Sakuma I., et al. Effects of conventional or lower doses of hormone replacement therapy in postmenopausal women. Artheroscler Thromb Vasc Biol 2004;24:1516-1521.; Lambrecht B.N., Hammad H. The immunology of asthma. Nat Immunol 2014; 16(1): 45–56.; Murugan A., Prys-Picard C., Calhoun W.J. Biomarkers in asthma. Curr Opin Pulm Med 2009; 15(1): 12–18.; Ritz T., Trueba A.F. Airway nitric oxide and psychological processes in asthma and health: a review. Ann Allergy Asthma Immunol 2014; 112(4): 302–308.; Turner S. Exhaled nitric oxide in the diagnosis and management of asthma. Curr Opin Allergy Clin Immunol 2008; 8(1): 70–76.; Vitale C., Mercuro G., Cerquetani E., et al. Time since menopause influences the acute and chronic effect of estrogens on endothelial function. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2008;28:348-352.; Vroman H., van den Blink B., Kool M. Mode of dendritic cell activation: the decisive hand in Th2/Th17 cell differentiation. Implications in asthma severity? Immunobiology 2015; 220(2): 254–261.; Woodruff P.G., Modrek B. et al. T-helper type 2-driven inflammation defines major subphenotypes of asthma. Am J Respir Crit Care Med 2009; 180(5): 388–395.; Wood L., Barnes K.G., Fu J. et al. The neutrophilic inflammatory phenotype is assotiated with systemic inflammation in asthma. Chest. 2012, v. 142, p. 86-93.; https://www.sci-notes.ru/jour/article/view/240

الاتاحة: https://www.sci-notes.ru/jour/article/view/240
https://doi.org/10.24884/1607-4181-2016-23-3-47-51

المؤلفون: M. Yu. Pervakova, S. V. Lapin, E. A. Surkova, O. Yu. Tkachenko, A. I. Budkova, V. I. Guseva, O. N. Titova, V. L. Emanuel, Areg A. Totolian, М. Ю. Первакова, С. В. Лапин, Е. А. Суркова, О. Ю. Ткаченко, А. И. Будкова, В. И. Гусева, О. Н. Титова, В. Л. Эмануэль, Арег А. Тотолян

المصدر: Medical Immunology (Russia); Том 18, № 6 (2016); 537-544 ; Медицинская иммунология; Том 18, № 6 (2016); 537-544 ; 2313-741X ; 1563-0625 ; 10.15789/1563-0625-2016-6

مصطلحات موضوعية: дефицит альфа-1-антитрипсина, alpha-1-antitrypsin, cytokine, alpha-1-antitrypsin phenotype, alpha-1-antitrypsin deficiency, альфа-1-антитрипсин, цитокин, фенотип альфа-1-антитрипсина

وصف الملف: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1134/888; Шевченко О.П. Белки острой фазы воспаления. Лаборатория, 1996, № 1. С. 10-17. [Shevchenko O.P. Acute phase proteins. Laboratoriya = Laboratory, 1996, no. 1, pp. 10-17. (In Russ.]); Stoller J.K., Lacbawan F.L., Aboussouan L.S. Alpha-1 antitrypsin deficiency. Gene reviews, 2006.; Lockett A.D., van Demark M., Gu Y., Schweitzer K.S., Sigua N., Kamocki K., Fijalkowska I., Garrison J., Fisher A.J., Serban K., Wise R.A., Flotte T.R., Mueller C., Presson R.G.Jr., Petrache H.I., Tuder R.M., Petrache I. Effect of cigarette smoke exposure and structural modifications on the alpha-1 Antitrypsin interaction with caspases. Mol. Med., 2012, Vol. 18, pp. 445-454.; Feng Y., Xu J., Zhou Q., Wang R., Liu N., Wu Y., Yuan H., Che H. Alpha-1 Antitrypsin prevents the development of preeclampsia through suppression of oxidative stress. Front Physiol., 2016, Vol. 7, p. 176.; Stockley R.A. The multiple facets of alpha-1-antitrypsin. Ann. Transl. Med., 2015, Vol. 3, no. 10, p. 130.; Zampronio A.R., Soares D.M., Souza G.E. Central mediators involved in the febrile response: effects of antipyretic drugs. Temperature (Austin), 2015, Vol. 2, no. 4, pp. 506-521.; Koo J.B., Han J.S. Cigarette smoke extract-induced interleukin-6 expression is regulated by phospholipase D1 in human bronchial epithelial cells. J. Toxicol. Sci., 2016, Vol. 41, no. 1, pp. 77-89.; de Carvalho F.O., Felipe F.A., de Melo Costa A.C., Teixeira L.G., Silva É.R., Nunes P.S., Shanmugam S., de Lucca Junior W., Quintans J.S., de Souza Araújo A.A. Inflammatory mediators and oxidative stress in animals subjected to smoke inhalation: a systematic review. Lung, 2016.; Ansarin K., Rashidi F., Namdar H., Ghaffari M., Sharifi A. Echocardiographic evaluation of the relationship between inflammatory factors (IL6, TNFalpha, hs-CRP) and secondary pulmonary hypertension in patients with COPD. A Cross Sectional Study. Pneumologia, 2015, Vol. 64, no. 3, pp. 31-35.; Chen Z., Shao X., Dou X., Zhang X., Wang Y., Zhu C., Hao C., Fan M., Ji W., Yan Y. Role of the mycoplasma pneumoniae/interleukin-8/neutrophil axis in the pathogenesis of pneumonia. PLoS One, 2016, Vol. 11, no. 1, p. e0146377.; Majak P. Tumor necrosis factor alpha as an asthma biomarker in early childhood. Pneumonol. Alergol. Pol., 2016, Vol. 84, no. 3, pp. 143-144.; Cosmi L., Liotta F., Annunziato F. Th17 regulating lower airway disease. Curr Opin Allergy Clin. Immunol., 2016, Vol. 16, no. 1, pp. 1-6.; Miossec P., Korn T., Kuchroo V.K. Interleukin-17 and type 17 helper T cells. N. Engl. J. Med., 2009, Vol. 361, no. 9, pp. 888-898.; Ortiz G, Salica J.P., Chuluyan E.H., Gallo J.E. Diabetic retinopathy: could the alpha-1 antitrypsin be a therapeutic option? Biol. Res., 2014, Vol. 47, p. 58.; Lewis E.C., Shapiro L., Bowers O.J., Dinarello C.A. Alpha1-antitrypsin monotherapy prolongs islet allograſt survival in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005, Vol. 102, no. 34, pp. 12153-12158.; Subramaniyam D., Virtala R., Pawłowski K., Clausen I.G., Warkentin S., Stevens T., Janciauskiene S. TNF-alpha-induced self expression in human lung endothelial cells is inhibited by native and oxidized alpha1-antitrypsin. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2008, Vol. 40, no. 2, pp. 258-271.; Bergin D.A., Reeves E.P., Hurley K., Wolfe R., Jameel R., Fitzgerald S., McElvaney N.G. The circulating proteinase inhibitor alpha-1 antitrypsin regulates neutrophil degranulation and autoimmunity. Sci. Transl. Med., 2014, Vol. 6, no. 217, p. 217ra1.; Pott G.B., Chan E.D., Dinarello C.A., Shapiro L. Alpha-1-antitrypsin is an endogenous inhibitor of proinflammatory cytokine production in whole blood. J. Leukoc. Biol., 2009, Vol. 85, no. 5, pp. 886-895.; Subramanian S., Shahaf G., Ozeri E., Miller L.M., Vandenbark A.A., Lewis E.C., Offner H. Sustained expression of circulating human alpha-1 antitrypsin reduces inflammation, increases CD4+FoxP3+ Treg cell population and prevents signs of experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. Metab. Brain Dis., 2011, Vol. 26, no. 2, pp. 107-113.; Stone H., McNab G., Wood A.M., Stockley R.A., Sapey E. Variability of sputum inflammatory mediators in COPD and alpha1-antitrypsin deficiency. Eur. Respir. J., 2012, Vol. 40, no. 3, pp. 561-569.; Seixas S., Garcia O., Trovoada M.J., Santos M.T., Amorim A., Rocha J. Patterns of haplotype diversity within the serpin gene cluster at 14q32.1: insights into the natural history of the alpha1-antitrypsin polymorphism. Hum. Genet., 2001, Vol. 108, no. 1, pp. 20-30.; Keren D.F. Protein electrophoresis in clinical diagnosis. Ed. A. London, 2003, pp. 71-77.; Salahuddin P. Genetic variants of alpha1-antitrypsin. Curr. Protein Pept. Sci., 2010, Vol. 11, no. 2, pp. 101-117.; Olfert I.M., Malek M.H., Eagan T.M., Wagner H., Wagner P.D. Inflammatory cytokine response to exercise in alpha-1-antitrypsin deficient COPD patients ‘on’ or ‘off’ augmentation therapy. BMC Pulm. Med., 2014, Vol. 14, p. 106.; Pervakova M.Yu., Emanuel V.L., Titova O.N., Lapin S.V., Mazurov V.I., Belyaeva I.B., Chudinov A.L., Blinova T.V., Surkova E.A. The diagnostic value of alpha-1-antitrypsin phenotype in Patients with granulomatosis with polyangiitis. International Journal of Rheumatology, 2016, pp. 1-5.; Pervakova M.Y., Emanuel V.L., Surkova E.A., Mazing A.V., Lapin S.V., Kovaleva I.S., Sysoeva S.N. The comparison of techniques of electrophoresis, immune turbidynamic measurement and phenotyping of alpha-1-antitrypsin for diagnostic of alpha-1-antitrypsin insufficiency. Clin. Lab. Diagn., 2015, Vol. 10, pp. 28-32.; Mahr A.D., Edberg J.C., Stone J.H., Hoffman G.S., St Clair E.W., Specks U., Dellaripa P.F., Seo P., Spiera R.F., Rouhani F.N., Brantly M.L., Merkel P.A. Alpha(1)-antitrypsin deficiency-related alleles Z and S and the risk of Wegener’s granulomatosis. Arthritis Rheum., 2010, Vol. 62, no. 12, pp. 3760-3767.; American Thoracic Society/European Respiratory Society statement: standards for the diagnosis and management of individuals with alpha-1 antitrypsin deficiency. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2003, Vol. 168, no. 7, pp. 818-900.; Duan M.C., Zhang J.Q., Liang Y., Liu G.N., Xiao J., Tang H.J., Liang Y. Infiltration of IL-17-producing T cells and Treg cells in a mouse model of smoke-induced emphysema. Inflammation, 2016.; Singh D. Chronic Obstructive Pulmonary Disease, Neutrophils and Bacterial Infection: A complex web involving IL-17 and IL-22 unravels. EBioMedicine, 2015, Vol. 2, no. 11, pp. 1580-1581.; Chen Q.R., Wang L.F., Xia S.S., Zhang Y.M., Xu J.N., Li H., Ding Y.Z. Role of interleukin-17A in early graſt rejection aſter orthotopic lung transplantation in mice. J. Thorac. Dis., 2016, Vol. 8, no. 6, pp. 1069-1079.; Bergin D.A., Reeves E.P., Meleady P., Henry M., McElvaney O.J., Carroll T.P., Condron C., Chotirmall S.H., Clynes M., O’Neill S.J., McElvaney N.G. Alpha-1 Antitrypsin regulates human neutrophil chemotaxis induced by soluble immune complexes and IL-8. J Clin. Invest., 2010, Vol. 120, no. 12, pp. 4236-4250.; Aldonyte R., Eriksson S., Piitulainen E., Wallmark A., Janciauskiene S. Analysis of systemic biomarkers in COPD patients. COPD, 2004, Vol. 1, no. 2, pp. 155-164.; Honda K., Wada H., Nakamura M., Nakamoto K., Inui T., Sada M., Koide T., Takata S., Yokoyama T., Saraya T., Kurai D., Ishii H., Goto H., Takizawa H. IL-17A synergistically stimulates TNF-alpha-induced IL-8 production in human airway epithelial cells: A potential role in amplifying airway inflammation. Exp. Lung. Res., 2016, Vol. 42, no. 4, pp. 205-216.; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1134

الاتاحة: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1134
https://doi.org/10.15789/1563-0625-2016-6-537-544